隨著醫(yī)學的發(fā)展，細胞培養(yǎng)技術在藥理學研究中得到廣泛應用，特別是藥物對機體的藥效作用，有否毒性作用，必須通過體內(nèi)和體外實驗進行驗證。體內(nèi)實驗可采用動物實驗，體外實驗則可通過藥物對培養(yǎng)細胞的作用來判定。同時體外細胞培養(yǎng)技術也為深入探討藥物作用機制和有效藥物的篩選提供實驗平臺。
一、細胞選擇
利用組織細胞做藥物檢測時，首先要考慮選擇什么細胞作為實驗對象，細胞選擇不當，會影響實驗結果的可信性和參考價值。在藥物效應不明的情況下，對細胞的選擇可不必十分嚴格。如已知藥物有特殊效應或欲求得對某一類細胞產(chǎn)生特定作用時，應盡量選用相應的細胞。進行藥物測試實驗時，對照細胞是實驗組合中不可少的組成部分，細胞種類的應用原則也是符合性越大越好。
二、檢測藥物
zui適宜的藥物劑量應是：對正常細胞無影響或傷害zui小(能恢復)，而殺傷效應或特異性zui大的藥物劑量。用培養(yǎng)細胞作藥物測試，用經(jīng)驗測試法是比較實用的。即應用在一定藥量范圍內(nèi)遞增藥量的測試辦法；確定一組藥量梯度數(shù)值，安排一組培養(yǎng)細胞，用多孔板培養(yǎng)細胞進行檢測，分別向各組培養(yǎng)細胞中加入不同的藥量。作用一段時間后，用臺盼藍染色法測試死活細胞比數(shù)，取50％死亡細胞組作為粗ID(近似值)。為求得確切的ID，尚需做進一步的測試直至找到合適劑量為止，比較快和合理的辦法是觀察藥物對細胞形態(tài)和增殖生長的影響。
三、測試程序中的注意事項
(一)細胞
1.實驗細胞如藥效特點不明，可用HeLa、KB等通用癌細胞系。細胞引入后，選生長狀態(tài)良好的原瓶細胞。消化分離后接種人大瓶備用，待大瓶細胞增長至足夠數(shù)量后，取l～2瓶細胞用消化制成細胞懸液，分成等量接種入若干多孔板或15ml培養(yǎng)瓶中。用培養(yǎng)瓶測試時，一般每一劑量組至少接種21瓶；分7組，每組3瓶細胞。
2．對照細胞根據(jù)被測藥物性質和要求應選用與之相應的二倍體細胞做對照；一切培養(yǎng)條件均應與實驗組相一致。僅用一種癌細胞，分成加藥組和不加藥組．而不用相應正常細胞作為對照組是不正確的。
(二)加藥
1．加藥時間給藥時間可采用接種前給藥和生長中給藥兩種方法。生長中給藥是常用的測試藥物方法。進行生長中加藥時，取ID 50／10為實驗劑量，加藥時間宜在接種細胞后約第48小時。
2．藥物作用持續(xù)時間 藥物在瓶皿中與細胞接觸時間不應少于8h，一般可處理12～24h或更長。體內(nèi)用藥時，每批實驗過程中(一般為7d)，讓藥物始終作用細胞。對照組做同樣處理，加等量的BSS或助溶劑。
(三)觀察
1．形態(tài)結構細胞受藥物作用后，形態(tài)上很易發(fā)生改變，如成纖維細胞突起回縮、上皮細胞相互分離等．這些變化在一般光學顯微鏡下很易觀察到。但這些變化不一定十分可靠，形態(tài)變化應主要以超微結構的改變?yōu)橐罁?jù)，觀察藥物對細胞膜、微絨毛、內(nèi)質網(wǎng)、線粒
體和染色質等微細結構有無影響。
2．生長和增殖培養(yǎng)中的細胞有時可能僅有生長而無增殖，特別是進行分化的細胞更是如此。因此不能單靠細胞數(shù)量作為判定細胞增殖*的標準。其他一些現(xiàn)象如肌細胞的增粗、神經(jīng)細胞突起的增長等均為細胞生長的表現(xiàn)。
3．細胞死亡凡能引起細胞內(nèi)相互制約系統(tǒng)中一個或多個環(huán)節(jié)的紊亂，zui終導致細胞機能障礙、進而緩解死亡的現(xiàn)象，都應視為細胞死亡的范疇。如氰化物抑制細胞氧化磷酸化阻斷ATP供應、干擾蛋白質合成并抑制細胞修復等，這些作用都有一個發(fā)展過程，zui終能導致細胞死亡。因此確定細胞的死亡必須有一個時間范圍。
上一篇 樹突細胞功能的體外檢測方法 下一篇 沒有了